Чув
Регистрация Вход
  1. Главная
  2. Конференция
  3. Фундаментальные и прикладные исследования по приор...
  4. Механотрансдукция: как клетки воспринимают механич...

Механотрансдукция: как клетки воспринимают механическую стимуляцию и реагируют на нее

Статья в сборнике трудов конференции
DOI: 10.31483/r-106759
Open Access
VI Всероссийская научно-практическая конференция с международным участием «Фундаментальные и прикладные исследования по приоритетным направлениям биоэкологии и биотехнологии»
Creative commons logo
Опубликовано в:
VI Всероссийская научно-практическая конференция с международным участием «Фундаментальные и прикладные исследования по приоритетным направлениям биоэкологии и биотехнологии»
Автор:
Хуссейн А. М. 1
Рубрика:
Клеточная биология, цитология, гистология, анатомия и физиология
Страницы:
168-182
Получена: 11.05.2023

Рейтинг:
Статья просмотрена:
1265 раз
Размещено в:
РИНЦ
1 ФГБОУ ВО «Московский государственный технический университет им. Н.Э. Баумана»
Для цитирования:
Хуссейн А. М. Механотрансдукция: как клетки воспринимают механическую стимуляцию и реагируют на нее: сборник трудов конференции. // Фундаментальные и прикладные исследования по приоритетным направлениям биоэкологии и биотехнологии : материалы VI Всерос. науч.-практич. конф. с международным участием (Ульяновск, May 22, 2023) / editorial board: Е. И. Антонова [etc.] – Чебоксары: «Лару-тăру» («Среда») издательство çурчě, 2023. – pp. 168-182. – ISBN 978-5-907688-37-7. – DOI 10.31483/r-106759.

Аннотаци

Способность клеток воспринимать механические сигналы и реагировать на них жизненно важна для развития и функционирования здоровой ткани. Многие заболевания связаны либо с изменением механических свойств ткани, либо с изменениями в способности клеток воспринимать механические сигналы. Частично это происходит в интегрин-ассоциированных комплексах (IAC), которые образуют участки прикрепления между клеткой и внеклеточным матриксом (ECM). В этом обзоре обсуждаются сложные механические сигналы ECM и его компонентов: как клетки воспринимают механические стимулы, как механические сигналы передаются внутриклеточно и какое влияние эти сигналы оказывают на функции клеток. Поскольку это такая объемная и сложная тема, автор сосредоточился на общих чертах, а не на деталях того, как конкретный тип клеток реагирует на механическую стимуляцию.

Список литературы

  1. 1. D.E. Jaalouk, J. Lammerding Mechanotransduction gone awry Nat. Rev. Mol. Cell Biol., 10 (1) (2009), pp. 63–73.
  2. 2. K.A. Jansen, et al. A guide to mechanobiology: where biology and physics meet Biochim. Biophys. Acta, 1853 (11 Pt B) (2015), pp. 3043–3052.
  3. 3. P. Lu, V.M. Weaver, Z. Werb The extracellular matrix: a dynamic niche in cancer progression J. Cell Biol., 196 (4) (2012), pp. 395–406.
  4. 4. Jess G. Snedeker, A. GautieriThe role of collagen crosslinks in ageing and diabetes – the good, the bad, and the ugly Muscles Ligaments Tendons J., 4 (3) (2014), pp. 303–308.
  5. 5. S. Cho, J. Irianto, D.E. Discher Mechanosensing by the nucleus: from pathways to scaling relationships J. Cell Biol., 216 (2) (2017), pp. 305–315.
  6. 6. C. R. Ethier and C. A. Simmons 2007, Introductory Biomechanics From Cell to Organism. Cambridge Universiry Press.
  7. 7. H. Lodish, A. Berk, S. L. Zipursky, P. Matsudaira, D. Baltimore et al. Molecular Cell Biology, 4th edn. New York: W. H. Freeman, 2000.
  8. 8. B. Alberts, A. Johnson, J. Lewis, M. Raff, K. Roberts et al. Molecular Biology of the Cell, 4th edn. New York: Garland Science, 2002.
  9. 9. C. A. Hansen, A. G. Schroering, D. J. Carey and J. D. Robishaw. Localization of a heterotrimeric G protein gamma subunit to focal adhesions and associated stress fibers. Journal of Cell Biology, 126 (1994), 811–819.
  10. 10. N. Wang, K. Naruse, D. Stamenovic, J. J. Fredberg, S. M. Mijailovich et al. Mechanical behavior in living cells consistent with the tensegrity model. Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 98 (2001), 7765–7770.
  11. 11. A.J. Maniotis, C.S. Chen and D.E. Ingber. Demonstration of mechanical connections between integrins, cytoskeletal filaments, and nucleoplasm that stabilize nuclear structure. Proceedings of the National Academy of Sciences USA, 94 (1997), 849–854.
  12. 12. P.F. Davies. Flow-mediated endothelial mechanotransduction. Physiological Reviews, 75 (1995), 519–560.
  13. 13. D.E. Ingber. Tensegrity II. How structural networks influence cellular information processing networks. Journal of Cell Science, 116 (2003), 1397–1408.
  14. 14. A.J. Engler, et al. Matrix elasticity directs stem cell lineage specification Cell, 126 (4) (2006), pp. 677–689.
  15. 15. D.E. Koser, et al. Mechanosensing is critical for axon growth in the developing brain Nat. Neurosci., 19 (12) (2016), pp. 1592–1598.
  16. 16. Ovijit Chaudhuri, L.G. Darinka Klumpers, Max Darnell, Sidi A. Bencherif, James C. Weaver, Nathaniel Huebsch, Hong-pyo Lee, Evi Lippens, Georg N. Duda, David J. Mooney Hydrogels with tunable stress relaxation regulate stem cell fate and activit Nat. Mater., 15 (2016), pp. 326–334.
  17. 17. O. Chaudhuri, et al. Substrate stress relaxation regulates cell spreadin Nat. Commun., 6 (2015), p. 6364.
  18. 18. S. Huveneers, J. de Rooij Mechanosensitive systems at the cadherin-F-actin interface J. Cell Sci., 126 (Pt 2) (2013), pp. 403–413.
  19. 19. A.D. Doyle, K.M. Yamada Mechanosensing via cell-matrix adhesions in 3D microenvironments Exp. Cell Res., 343 (1) (2016), pp. 60–66.
  20. 20. O. Chaudhuri, et al. Substrate stress relaxation regulates cell spreading Nat. Commun., 6 (2015), p. 6364.
  21. 21. S. Munster, et al. Strain history dependence of the nonlinear stress response of fibrin and collagen networks Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A., 110 (30) (2013), pp. 12197–12202.
  22. 22. K.A. Jansen 1, P. Atherton 1, C. Ballestrem, (2017) Mechanotransduction at the cell-matrix interface, Seminars on cell and developmental Biology.
  23. 23. Shams, H Soheilypour, M Peyro, et al. Looking «under the Hood» of Cellular Mechanotransduction with Computational Tools: A Systems Biomechanics Approach across Multiple Scales https://escholarship.org/uc/item/2xc1d946. DOI10.1021/acsbiomaterials.7b001177
  24. 24. Naruse, K., MECHANOMEDICINE: applications of mechanobiology to medical sciences and next-generation medical technologies. J. Smooth Muscle Res. 2018, 2018, 83–90 [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
  25. 25. Wang, H., Brennan, T. A., Russell, E., Kim, J. H. et al. R-Spondin 1 promotes vibration-induced bone formation in mouse models of osteoporosis. J. Mol. Med. 2013, 91, 1421–1429 [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
  26. 26. Weinheimer-Haus, E. M., Judex, S., Ennis, W. J., Koh, T. J., Low-intensity vibration improves angiogenesis and wound healing in diabetic mice. PLoS One. 2014, 9, e91355 [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar].
  27. 27. Morikura, T., Miyata, S. Effect of mechanical compression on invasion process of malignant melanoma using in vitro three-dimensional cell culture device. Micromachines. 2019, 10 10.3390/mi10100666 [PMC free article] [PubMed] [CrossRef] [Google Scholar].
  28. 28. Shikata, T., Shiraishi, T., Tanaka, K., Morishita, S. Effects of amplitude and frequency of vibration stimulation on cultured osteoblasts. Proceedings of the ASME International Design Engineering Technical Conference and Information in Engineering Conference, Vol 1, Pts a-C. 2008, 339–346.
  29. 29. Cairns RA, Harris IS, Mak TW. Regulation of cancer cell metabolism. Nat Rev Cancer. 2011 Feb; 11 (2): 85–95. doi: 10.1038/nrc2981. PMID: 21258394.
  30. 30. Woo SL, Abramowitch SD, Kilger R, Liang R. Biomechanics of knee ligaments: injury, healing, and repair. J Biomech. 2006;39(1):1–20. doi: 10.1016/j.jbiomech.2004.10.025. Epub 2005 Jan 7. PMID: 16271583.
  31. 31. Nielsen J, Keasling JD. Engineering Cellular Metabolism. Cell. 2016 Mar 10;164(6):1185–1197. doi: 10.1016/j.cell.2016.02.004. PMID: 26967285.
  32. 32. Khan KM, Scott A. Mechanotherapy: how physical therapists' prescription of exercise promotes tissue repair. Br J Sports Med. 2009 Apr;43(4):247–52. doi: 10.1136/bjsm.2008.054239. Epub 2009 Feb 24. PMID: 19244270; PMCID: PMC2662433.
  33. 33. Huntington JA, Read RJ, Carrell RW. Structure of a serpin-protease complex shows inhibition by deformation. Nature. 2000 Oct 19; 407 (6806): 923–6. doi: 10.1038/35038119. PMID: 11057674.
  34. 34. Rakita A, Nikolić N, Mildner M, Matiasek J, Elbe-Bürger A. Re-epithelialization and immune cell behaviour in an ex vivo human skin model. Sci Rep. 2020 Jan 8;10(1):1. doi: 10.1038/s41598–019–56847–4. PMID: 31913322; PMCID: PMC6959339.
  35. 35. Orapiriyakul W, Tsimbouri MP, Childs P, Campsie P, Wells J, Fernandez-Yague MA, Burgess K, Tanner KE, Tassieri M, Meek D, Vassalli M, Biggs MJP, Salmeron-Sanchez M, Oreffo ROC, Reid S, Dalby MJ. Nanovibrational Stimulation of Mesenchymal Stem Cells Induces Therapeutic Reactive Oxygen Species and Inflammation for Three-Dimensional Bone Tissue Engineering. ACS Nano. 2020 Aug 25;14(8):10027–10044. doi: 10.1021/acsnano.0c03130.
  36. 36. Rakita A, Nikolić N, Mildner M, Matiasek J, Elbe-Bürger A. Re-epithelialization and immune cell behaviour in an ex vivo human skin model. Sci Rep. 2020 Jan 8;10(1):1. doi: 10.1038/s41598-019-56847-4. PMID: 31913322; PMCID: PMC6959339.
  37. 37. Leibacher I, Reichert P, Dual J. Microfluidic droplet handling by bulk acoustic wave (BAW) acoustophoresis. Lab Chip. 2015 Jul 7; 15 (13):2896–905. doi: 10.1039/c5lc00083a. Epub 2015 Jun 3. PMID: 26037897.
  38. 38. Kuo YR, Wang CT, Wang FS, Chiang YC, Wang CJ. Extracorporeal shock-wave therapy enhanced wound healing via increasing topical blood perfusion and tissue regeneration in a rat model of STZ-induced diabetes. Wound Repair Regen. 2009 Jul-Aug; 17 (4): 522–30. doi: 10.1111/j.1524–475X.2009.00504.x. PMID: 19614917.
  39. 39. Ludwig J, Lauber S, Lauber HJ, Dreisilker U, Raedel R, Hotzinger H. High-energy shock wave treatment of femoral head necrosis in adults. Clin Orthop Relat Res. 2001 Jun; (387): 119–26. doi: 10.1097/00003086-200106000-00016. PMID: 11400872.
  40. 40. Huang C, Holfeld J, Schaden W, Orgill D, Ogawa R. Mechanotherapy: revisiting physical therapy and recruiting mechanobiology for a new era in medicine. Trends Mol Med. 2013 Sep;19(9):555–64. doi: 10.1016/j.molmed.2013.05.005. Epub 2013 Jun 18. PMID: 23790684.
  41. 41. Devendran C, Albrecht T, Brenker J, Alan T, Neild A. The importance of travelling wave components in standing surface acoustic wave (SSAW) systems. Lab Chip. 2016 Sep 21; 16 (19): 3756–3766. doi: 10.1039/c6lc00798h. PMID: 27722363.
  42. 42. Shi J, Huang H, Stratton Z, Huang Y, Huang TJ. Continuous particle separation in a microfluidic channel via standing surface acoustic waves (SSAW). Lab Chip. 2009 Dec 7;9(23):3354–9. doi: 10.1039/b915113c. Epub 2009 Oct 12. PMID: 19904400.
  43. 43. Gai J, Nosrati R, Neild A. High DNA integrity sperm selection using surface acoustic waves. Lab Chip. 2020 Nov 10;20(22):4262–4272. doi: 10.1039/d0lc00457j. PMID: 33073274.
  44. 44. 37D. J. Collins, B. Morahan, J. Garcia-Bustos, C. Doerig, M. Plebanski, Two dimensional single cell patterning with one cell driven by surface Accoustic waves. A. Neild, Nat. Commun. 2015, 6, 1.
  45. 45. W. Drinkwater, A Perspective on acoustical tweezers-devices, forces, and biomedical applications Appl. Phys. Lett. 2020, 117, 180501. DOI 10.1063/5.0028443
  46. 46. L. Meng, X. Liu, Y. Wang, W. Zhang, W. Zhou, F. Cai, F. Li, J. Wu, L. Xu, L. Niu, H. Zheng, Sonoporation of Cells by a Parallel Stable Cavitation Microbubble Array Adv. Sci. 2019, 6, 1900557.
  47. 47. C. Devendran, J. Carthew, J. E. Cell Adhesion, Morphology, and Metabolism Variation via Acoustic Exposure within Microfluidic Cell Handling Systems, Frith, A. Neild, Adv. Sci. 2019, 6, 1902326.

Комментарии(0)

При добавлении комментария укажите:
  • степень актуальности публикуемого материала;
  • общую оценку (оригинальность и актуальность темы, полнота, глубина, всесторонность раскрытия темы, логичность, связность, доказательность, структурная упорядоченность, характер и достоверность примеров, иллюстративного материала, убедительность выводов);
  • недостатки, недочеты;
  • вопросы и пожелания Автору.